半对数坐标 在半对数坐标系中绘制曲线
SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳实验步骤详解
1. 准备凝胶模具
将密封用硅胶框平铺于干净的平玻璃上，取凹型玻璃与平玻璃重叠，使其形成一个完整的凝胶模具。将模具竖立，底端接触桌面，用手轻轻夹住，放入电泳槽内。最后插入斜插板至适中深度，即可准备灌胶。
2. 制备与灌注凝胶
配制凝胶溶液: 按照配比表，依次加入试剂，分别配制10%的分离胶和4.8%的浓缩胶溶液。
灌注分离胶: 使用滴管将配置好的分离胶溶液沿长玻璃板内侧缓慢注入凝胶模具中，注意避免产生气泡。溶液高度约距短玻璃板上沿2cm，约5mL。然后用细滴管或注射器小心注入0.5-1mL水，于室温静置30-40分钟，待其聚合。
灌注浓缩胶: 分离胶聚合后，用滤纸轻轻吸去表面的水分。按照配比表配制浓缩胶溶液，并用长滴管小心地将其添加至分离胶上方。插入样品模子 (梳子)，静置待其聚合，然后小心拔出样品模子。
3. 处理蛋白质样品
固体样品: 称取1mg样品，溶解于1mL 0.5mol/L pH6.8 Tris-盐酸缓冲液或蒸馏水中。
液体样品: 测定蛋白质浓度，按照1.0-1.5mg/mL的比例与样品处理液等体积混合。
本实验: 取15-20µL的标准蛋白样品溶液或20µL未知分子量蛋白质样品，加入等体积的样品处理液，于100℃水浴处理2分钟后，冷却至室温备用。
4. 上样
安装凝胶板: 用手固定住凝胶板，向上提起斜插板并取出，取下玻璃胶室并移除密封用硅胶框。注意操作过程中始终保持对玻璃胶室的夹紧力。将玻璃胶室凹面朝里放入电泳槽，插入斜板。
加入缓冲液: 向内槽加入缓冲液至凹面以上，外槽缓冲液加至距平板玻璃上沿3mm处，避免产生气泡。
加样: 使用加样器或微量注射器将样品 (10-15µL，含蛋白质10-15µg，稀溶液可加20-30µL) 依次加入样品槽中。加样量需根据凝胶厚度进行调整。
5. 电泳
盖好电泳槽上盖，连接电泳仪并打开电源。样品进胶前电流控制在15-20mA，约15-20分钟。待溴酚蓝指示剂到达分离胶后，将电流升至30-45mA，并保持电流稳定。当溴酚蓝指示剂迁移至距前沿1-2cm处时，即可停止电泳，约1-2小时。室温较高时，可打开电泳槽循环水以降低温度。
6. 染色与脱色
关闭电泳仪电源，取出玻璃板。用刀片轻轻撬动长短玻璃板下角空隙，将胶面与一块玻璃板分离，并轻轻托起胶片。用铜丝标记指示剂区带中心位置。将胶片放入盛有0.25%考马斯亮蓝染液的大培养皿中，染色2-4小时，必要时可过夜。
染色完成后，弃去染色液，用蒸馏水漂洗胶片数次。然后将胶片放入脱色液中进行扩散脱色，并定期更换脱色液，直至蛋白质条带清晰可见。
7. 结果分析
1. 测量脱色后凝胶板的长度以及每个蛋白质样品移动的距离 (蛋白质条带中心到加样孔的距离)，并测量指示染料的迁移距离。
2. 根据公式计算蛋白质样品的相对迁移率 (Rm)：
相对迁移率 (Rm) = 样品迁移距离 (cm) / 染料迁移距离 (cm)
3. 绘制标准曲线：以标准蛋白质的相对迁移率为横坐标，蛋白质分子量的对数为纵坐标，在半对数坐标纸上绘制标准曲线。
4. 测定蛋白质样品的分子量：根据待测蛋白质样品的相对迁移率，在标准曲线上查找对应的蛋白质分子量。
修改说明：
精简语言: 使用更简洁的语言表达相同的意思，避免冗余。
调整逻辑顺序: 按照实验操作的顺序重新组织内容，使其更易于理解和操作。
补充细节: 对部分步骤进行更详细的描述，例如加样量的调整、染脱色时间等，方便读者进行实验。
统一计量单位： 将原文中不一致的计量单位进行统一，例如将 "ml" 统一为 "µL"。
